Au cours des deux dernières décennies, des études ont été réalisée pour mesurer les forces mécaniques exercées par des cellules vivantes sur leur environnement. Cela a conduit au développement de diverses techniques ingénieuses qui ont principalement été réalisées pour comprendre la façon dont les cellules exercent des forces pendant leur migration sur des substrats bidimensionnels (2D). Cependant, in vivo, les cellules migrent à travers des environnements tridimensionnels (3D) et les mécanismes utilisés pour migrer en 3D diffèrent significativement de ceux de la migration 2D. A titre d'exemple, les cellules confinées en 3D rencontrant des constrictions ont besoin de déformer leur noyau, leur organelle le plus grand et le plus rigide. En 2D, les noyaux ne sont pas des facteurs limitants pour la migration. Il est donc nécessaire de développer des outils pour comprendre comment les cellules migrent en 3D. En particulier, des études doivent être menées pour déterminer comment les cellules appliquent des forces en fonction du niveau de confinement auquel elles se trouvent confrontées. Pour répondre à cette question difficile, nous avons développé deux types de micro-dispositifs. Tout d'abord, nous avons conçu et fabriqué un dispositif de microfluidique pour étudier les forces générées par les cellules pendant une migration confinée. Ce dispositif est constitué de microcanaux de dimensions contrôlées équipés de micropiliers, servant de capteurs de forces .Ces capteurs de forces présentent une sensibilité de l’ordre de 70 pN. Nous avons ensuite introduit dans le dispositif des macrophages humains, cellules du système immunitaire, à l'intérieur du dispositif et évalué la flexion des micropiliers engendrée par les forces cellulaires appliquées lors de leur migration. Grâce au développement d’un algorithme permettant l’analyse des images, nous avons pu évaluer les forces générées dans différentes zones cellulaires et révéler que les cellules redirigent les forces de pression de l'intérieur vers l'extérieur lorsque le degré de confinement augmente. Cette observation suggère un mode de migration très spécifique lié au confinement spatial qui est basé sur l’appui sans adhésion sur les obstacles de l’environnement. Dans un deuxième temps nous avons fabriqué des réseaux tri-dimensionnels obtenus par une méthode de lithographie bi-photonique 3D. Les motifs de ces réseaux possèdent des dimensions caractéristiques de l'échelle cellulaire (1-10 μm) et sont composés de poutres suspendues qui peuvent être courbés par les cellules vivantes qui migrent au sein du treillis tri-dimensionnel. En enregistrant une séquence vidéo des déformations de l'échafaudage, nous pouvons étudier l'activité mécanique de la cellule dans l'espace et le temps pendant sa migration 3D. Nos résultats montrent que les macrophages sont capables de pénétrer dans des réseaux de géométrie cubique lorsque la période du réseau est supérieure à 5 μm et que le support de migration lui-même peut être utilisé comme capteur pour mesurer les forces exercées par les cellules. Grâce à la mesure de la rigidité du matériau constituant le treillis 3D et des modélisations de la déformation élastique de la structure 3D, nous avons pu évaluer que la contrainte mécanique globale qu’exerce un macrophage sur son microenvironnement est de l’ordre de 500 kPa. Grâce à la combinaison de la microfabrication, l'imagerie cellulaire et l'analyse automatisée des images, nous sommes parvenus à quantifier les efforts mécaniques cellulaires mis en jeu lors de la migration de macrophages humains au sein d’environnements confinés et nous mettons ainsi en lumière la mécanique spécifique des cellules migrant en 3D.